Дипломная работа: Морфофизиологическое описание дрожжей медоносной пчелы (Apis mellifera)

 

 

 

КАЗАХСКИЙ НАЦИОНАЛЬНЫЙ УНИВЕРСИТЕТ

им. Аль-ФАРАБИ

 

Биологический факультет

Кафедра микробиологии

 

 

 

 

ВЫПУСКНАЯ  РАБОТА

 

Морфофизиологическое описание дрожжей медоносной пчелы (Apis mellifera)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Алматы 2009

РЕФЕРАТ

 

Выпускная работа написана на 47 страницах машинописи, включая 13 таблиц,12 рисунков, 54 источников литературы.

Ключевые слова: дрожжи, медоносная пчела, псевдомицелий, брожение, ассимиляция, питательная среда, меласса, мелассная и зерновая барда, рост, биомасса.

 

Объектами исследования служили 4 штамма дрожжей, выделенных в 2009 г. с поверхности медоносной пчелы.

 

Цель данной работы:

1. Изучение морфо-культуральных и физиолого-биохимических свойств штаммов дрожжей с целью их первичной идентификации
2. Изучение роста штаммов дрожжей на различных питательных средах

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

СОДЕРЖАНИЕ

   ВВЕДЕНИЕ………………………………………………………………………………………………..4

1.   ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

   1.1.   Распространение дрожжей в природе………………………………………………..5  

   1.2.   Дрожжи ассоциированные с насекомыми………………………..…..   10

   1.3.   Практическая значимость дрожжей…………………………………….14                                                          

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ…………………………………………..…….18
3. ПОЛУЧЕННЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ……………………… 22

   3.1.   Характеристика выделенных культур дрожжей……………….……… 22

   3.2.   Морфологические признаки  ……………………………………………. 25

   3.3.   Культуральные признаки ………………………………………………… 30                  

   3.4.  Физиолого-биохимические признаки ..………………………………….31

   3.5.   Рост штаммов дрожжей на различных субстратах   …………………. 39  ВЫВОДЫ……………………………….…………………. ……………………. .43  СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ………………………………………. 44 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 ВВЕДЕНИЕ

 

 

Дрожжи всегда вызывали особый интерес не только тем, что являются богатой и широко распространенной группой микроорганизмов, но и тем, что их роль в природе и практической деятельности человека, несомненно, значительна.

Эта группа микроорганизмов используется для получения целых клеток (корма, пища), микрокомпонентов (белки, липиды, ферменты, нуклеиновые кислоты), экстрагируемых соединений (коферменты, витамины), продуктов деструкции (аминокислоты, нуклеотиды), продуктов метаболизма клеток (этанол, глицерин, углекислота, органические кислоты и др.) /1-6/.

В последние десятилетия разнообразие биотехнологических процессов, в которых используются дрожжи, резко увеличилось. Еще более разнообразны перспективы использования дрожжей: в различных разработках, патентах  упоминается более 200 видов.

Дальнейшее развитие биотехнологии должно заключаться в разработке эффективных методов получения дрожжевой биомассы с высоким содержанием каротиноидных пигментов. Высокая биологическая ценность каротиноидов, получаемых микробиологическим путем, обеспечила их широкое применение в различных областях пищевой, парфюмерно-косметической промышленности, а также в животноводстве и аквакультуре в качестве биодобавок и каротин содержащих препаратов.

Все более пристальный интерес привлекают такие процессы, как получение астаксантина, полиолов, коэнзима Q_10, биотоплива, полисахаридов, некоторых ферментов, антифунгальных препаратов, а также использование дрожжей для трансформации органических соединении, биоремедиации, биоконтроля и экспрессии гетерологичных белков.

Успех практического использования дрожжей зависит от того, насколько полно они отвечают требованиям, предъявляемыми производством. Источником выделения дрожжей могут быть музейные, лабораторные штаммы, а также штаммы выделенные из естественных мест  обитания, обладающие практически ценными свойствами: способностью усваивать разнообразные субстраты, быстро расти и накапливать биомассу, образовывать биологически активные вещества. Перечисленые свойства тесно связаны с видовой и штаммовой принадлежностью дрожжей /7/.

Необходимость поиска высокопродуктивных штаммов дрожжей, Поэтому работы по выделению, описанию, скринингу и утилитарному сохранению дрожжей для целевых нужд биотехнологии не теряют своей актуальности.

 

 

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

 

1.1. Распространение дрожжей в природе.

 

Распространение дрожжей в природе определяется рядом факторов.

У дрожжей отсутствует фотосинтетический аппарат, поэтому их развитие непосредственно зависит от содержания в среде органических веществ. Способность дрожжей не только сбраживать сахара, но и усваивать многие источники углевода путем окисления увеличивает возможность их обитания в различных экологических нишах. Все известные виды дрожжей усваивают простые сахара — глюкозу, фруктозу, маннозу. Однако у многих дрожжей углеродное питание высоко специфично и часто связанно с их местом обитания. Это проявляется в способности окислять пентозы, метилпентозы, полилозы, многоатомные спирты, аминосахара, органические кислоты и некоторые другие органические вещества. Большинство этих соединения являются продуктами метаболизма растений и грибов, которые образуют их из предшественников, синтезируемых растениями /8/.

Известно, что дрожжи не могут фиксировать атмосферный азот. Наиболее подходящий источник азота для них аммонийные соединения. Многие виды способны утилизировать нитраты, мочевину, лишь немногие дрожжи усваивают нитраты, амины. Распространению дрожжей  на растениях и в почве способствует присутствие насекомых-переносчиков, которые также используют многие из этих субстратов для размножения и питания.  В то же время некоторые вещества, синтезируемые растениями, другими микроорганизмами или самими дрожжами могут ингибировать рост последних /9/.

По литературным данным на видовой состав дрожжей в природных субстратах могут воздействовать и киллерные токсины. Описаны дрожжи-киллеры с широким спектром действия. Так, киллерные токсины Рichia kluyeri активны против штаммов Saccharomyces cerevisiae, Candida albicans, C.krusei, C. рarapsilois, N.glabrata/10/.

    Из других факторов окружающей среды селективное действие оказывают влажность, температура, величина pH, концентрация кислорода, солнечная радиация. Отмечено, что многие дрожжи, обитающие в филлосфере растений, способны продуцировать внеклеточные полисахариды, образуя капсулу, которая предохраняет клетку от высыхания. Среди литосферных дрожжей значительное место занимают виды, продуцирующие каротинойдные и меланиноподобные  черные пигменты, которые выполняют защитную роль от действия ультрафиолетовых лучей /11/.

Важное селективное влияние оказывает температура, некоторые дрожжи могут расти в узких температурных границах. Например, психрофильные виды с оптимальной температурой роста около 5С^о обитают главным образом в полярных наземных ареалах и полярных водах, термофильные виды с нижним пределом 20-28С^о и высшей границей 48С^о приспособились к обитанию в желудочно-кишечном тракте теплокровных животных /12/.

На видовой состав дрожжевых сообществ влияет концентрация кислорода. Дрожжи, ферментирующие сахара, развиваются обычно в глубоких слоях поврежденных тканей, в толще маринадов, силоса и др. В то же время дрожжи с окислительным метаболизмом преобладают в филлосфере растении, образуют пленку на поверхности маринадов /13/.

Количество дрожжей, обнаруживаемых в различных субстратах, и их видовой состав в значительной мере зависят от используемых методов выделения. Очень важна точная идентификация выделяемых дрожжей. Применение традиционных фенотипических признаков (утилизация различных источников углевода и азота.) т.е. признаков, часто кодируемых единственным геном, ответственным за определенный гидролитический фермент, в настоящее время считается недостаточным для видовой дифференциации /14/.

 Применяются молекулярные методы. Молекулярную идентификацию штаммов проводят, используя метод анализа длин рестриктазных фрагментов (ПДРФ) 5.8 S-ITS pДНК и ПЦР анализ /15/.

Исходя из литературных данных, наиболее обильно дрожжи развиваются в природных местообитаниях, как правило, локальных и недолговечных, в которых происходит накопление легкодоступных источников питания — простых сахаров, органических кислот и др. Аналогом таких природных сообществ может служить интенсивное развитие одной популяции сахаромицетов при сбраживании виноградного сока в традиционном виноделии. Непосредственной причиной этого является высвобождение большого количества сахаров при раздавливании ягод винограда. При этом преимущество получают именно быстрорастущие сахаромицеты, способные к быстрому, «взрывному» росту за счет малоэффективного бродильного метаболизма. В природе часто можно наблюдать похожие явления, когда растительные сахара в высокой концентрации становятся доступными для утилизации дрожжевыми грибами/16/.

Как видно, возникновение подобных местообитаний в основном сопряжено с локальными разрушениями растительных тканей, которые приводят к высвобождению содержимого клеток. Подобные явления довольно часто вызывают различные беспозвоночные: фитофаги, ксилофаги, микофаги. Этим и объясняется наблюдаемая связь аскомицетовых дрожжей и беспозвоночных животных. В ряде случаев могут возникать устойчивые коэволюционные ассоциации между определенными видами дрожжей и беспозвоночных, например, в галереях ксилофагов. Однако участвующие в таких ассоциациях виды дрожжей постоянно выделяются и из других типов субстратов.

В таких субстратах популяции отдельных видов дрожжей могут достигать очень высоких значений численности и даже доминировать в микробном населении. Многие из подобных природных местообитаний неоднократно привлекали внимание зимологов и служили источниками выделения самых различных видов дрожжей/17/.

Будучи гетеротрофами, дрожжи в природных экосистемах ассоциированы с другими организмами, в первую очередь с растениями. По данным Голубева В.И. четверть всех культур Всероссийской коллекции микроорганизмов  выделена из филлоплана, растительных экссудатов или опада. Внутри этой категории преобладают (62%) эпифитные дрожжи; изоляты с растительных остатков и слизетечении составляют 21 и 17%. Выделенные из филлоплана организмы весьма разнородны, включая почти поровну аскомицетные и базидиомицетные дрожжи, принадлежащие не менее чем к 40 родам. Количество родов выделенных с растительных остатков и слизетечении в два раза меньше. В основном это представители родов Candida, Pichia, Nadsonia, Xanthophyllomyces/18/.

Распространение дрожжей в природе не ограничивается только локальными и недолговечными местообитаниями с высоким содержанием сахаров. Их можно выделить практически из любых природных сред, включая верхние и более глубокие почвенные горизонты, поверхность растений, растительные остатки, природные воды, воздух. Обычно численность дрожжей в большинстве таких местообитаний невысока и часто лежит на пределе чувствительности методов их учета. Роль дрожжей здесь значительно ниже по сравнению с ролью мицелиальных грибов и бактерий за исключением, может быть, живых частей растений. Многие виды аскомицетовых дрожжей, интенсивно развивающиеся в специфических сахаросодержащих субстратах, спорадически выделяются также из почв и с поверхности растений. Тем не менее, известны десятки видов дрожжевых грибов, для которых почвы, растения и растительные остатки являются основным местообитанием. Многие из таких видов представляют собой дрожжеподобные грибы базидиомицетового аффинитета, для цикла развития которых характерны дрожжевая анаморфная и мицелиальная телеоморфная стадии. Сахаролитическая стратегия у таких дрожжей выражена слабее, чем у представителей порядка Saccharomycetales. За немногими исключениями базидиомицетовые дрожжи не способны бродить и в среднем усваивают более широкий спектр соединений. Приуроченность таких дрожжей к местообитаниям с высоким содержанием свободных сахаров выражена слабее. Среди них много космополитических эвритопных видов, которые с одинаковой вероятностью выделяются из многих субстратов в различных географических зонах. Часто географические координаты (широта местности) служит более надежным предиктором варьирования таксономического состава дрожжей, чем доступные оценке физико-химические или экотопические параметры состояния почвы /19/.

Надземные части растений почти всегда заселены эпифитными микроорганизмами, среди которых значительную часть составляют дрожжи.

Численность и видовой состав эпифитных дрожжей закономерно изменяются в годичном цикле. Дрожжи практически отсутствуют на молодых весенних листьях. На листьях, завершивших период активного роста, численность дрожжей постепенно возрастает в течение осени, достигая максимума после установления снежного покрова, а затем снова снижается в весенний период. В состав эпифитного комплекса входят бактерии, мицелиальные и дрожжевые грибы, потребляющие растительные экссудаты, таким образом, выполняющие функцию эккрисотрофии /20/.

Для многих дрожжевых грибов филлосфера является наиболее обычной средой обитания. Одной из первых на эпифитную специализацию некоторых видов дрожжей обратила внимание новозеландская исследовательница М.Е. Ди Менна. К настоящему времени накоплен значительный материал по численности и таксономическому составу эпифитных дрожживых сообществ растении в различных природных зонах. Имеющиеся литературные данные позволяют выделить группу  постоянно встречающихся в филлосфере видов. Наиболее часто с листьев различных растений выделяются дрожжи безидиомицетового аффинитета, такие как Cryptococcus laurentii, С.flavus, Rhodotorula fujisanensis, R. glutins. R mucilaginosa, R. graminis,  Sporobolomyces roseus  /21/.

Многие виды дрожжей особенно часто выделяются с поверхности растений и при этом имеют специфические морфологические и физиологические особенности, свидетельствующие об их приспособленности к существованию именно в этом типе местообитания. К таким особенностям относятся выраженная каротиноидная пигментация, защищающая клетки от солнечной радиации, образование активно отстреливающихся баллистоспор, рассеивающихся воздухом, формирование полисахаридных капсул, способствующих адгезии и предохраняющих клетки от высыхания. Дрожжи с таким сочетанием свойств относятся к экоморфологической группе фитобионтов /22/.

Дрожжи обитают в почвах всех географических и климатических зон в бедных, с естественной вегетацией (луга, пастбища, леса) и культивируемые человеком (сады, поля, огороды). Они содержатся в почвах с различным химическим составом и структурой, влажностью  и  рН. Дрожжи попадают в почву с различных наземных субстратов/23/.

Общее  содержание дрожжей в почве значительно ниже чем бактерий и грибов. Численность их колеблется от 0 или нескольких клеток до 770 000 клеток в 1г почвы/24/.

По данным исследователей найбольшее количество культур выделенных из почвы относят к родам  Torulopsis, Rhodotorula, Saccharomyces, Lipomyces. Представители рода  Pichia, Candida, Hansenula, Schizoblastosporion и дрожжеподобных грибков  Oidium немногочисленны /25,26/.

Многие виды дрожжей, обнаруживаемые на растениях и растительных остатках, могут быть выделены и из почвы. В верхних горизонтах обычны типичные фитобионты и сапробионты, изредка встречаются аскомицетовые дрожжи, характерные для рассмотренных выше очагов местообитаний с высокой концентрацией свободных сахаров. Эти виды составляют группу аллохтонных почвенных дрожжей. Они попадают в почву с опадом, переносятся беспозвоночными животными. По мнению многих авторов  почва не является истинным местом обитания дрожжей, а лишь «ловушкой», местом сохранения или постепенного отмирания/27/.

Вскоре после открытия Пастером дрожжевой природы спиртового брожения было показано, что дрожжи постоянно обитают на поверхности ягод винограда и других сладких плодов. С этого времени было проведено множество исследований дрожжевого населения винограда и всех технологических стадий виноделия. Было установлено, что на свежих ягодах винограда, а также в только что приготовленном виноградном соке обычно доминируют дрожжи аскомицетового аффинитета Kloeckera apiculata (телеоморфа — Hanseniaspora uvarum), образующие лимоновидные клетки в результате биполярного почкования и неспособные к росту при повышенной концентрации этанола. Наряду с этим с ягод винограда выделяется много других видов дрожжей, как аскомицетового, так и базидиомицетового аффинитета. Основным источником сахаромицетов в процессах традиционного виноделия являются предметы оборудования винодельческих предприятий. Таким образом, Saccharomyces cerevisiae — это синантропный вид, предковые формы которого, тем не менее, сохраняются в природных очагах (так называемые «дикие дрожжи»)/28/.

Большинство видов изолированных  из  зрелых ягод клубники, малины и крыжовника принадлежало к родам Sacchoromyces, Candida, Torulopsis, Criptcoccus, Rhodotorula/29/.

Благоприятной средой для обильного размножения дрожжей является поврежденные или треснувшие ягоды, из которых вытекает сок, содержащий сахар. На зеленных незрелых ягодах, поверхность которых покрыта восковым налетом, дрожжи не находят питательных веществ и легко сдуваются ветром или смываются дождем в поверхностные слои почвы где под влиянием прямых солнечных лучей быстро погибают/30/.

Для дрожжей, часто способных питаться только простыми углеводами в высокой концентрации, важным условием успешного развития является своевременное попадание клеток на поврежденный плод. Поэтому особую роль в инфицировании высокосахаристых плодов аскомицетовыми дрожжами играют различные насекомые, питающиеся плодами или откладывающие в них свои яйца. Такие насекомые могут переносить дрожжевые клетки с одного плода на другой (форезия). При этом дрожжи, развивающиеся в плодах, могут даже служить для насекомых дополнительным источником питания/31/.

Кроме того, пыль, переносимая сильными ветрами через сады и виноградники может увлекать  с собой и дрожжевые клетки. Брызги дождя, попадая на ягоды, расположенные близ почвы, могут переносить на них частицы почвы,   следовательно,  обогащать их дрожжами/32/.

 Сокотечения, или весенний плач деревьев — это вытекание флоэмного сока из повреждений на стволе, например, у таких деревьев, как береза, клен, дуб и др. Выделяющийся сок со временем обильно заселяется микроорганизмами, среди которых преобладают бактерии и дрожжи. Такой забродивший сок привлекает многих насекомых, которые используют его в качестве питательного субстрата и служат эффективным средством переноса дрожжей на свежие субстраты.

 

1.2. Дрожжи ассоциированные с насекомыми

 

Приведенные выше примеры типичных местообитаний дрожжевых грибов объединяет одна интересная особенность: тем или иным образом в их формировании участвуют беспозвоночные животные. Более того, в кишечниках самых разных беспозвоночных также часто присутствуют дрожжи, среди которых есть как случайные, так и симбиотические формы, сопутствующие животному на протяжении всей его жизни. Такие дрожжи входят в состав сложных микробных ассоциаций, формирующихся в кишечном тракте беспозвоночных и играющих важную роль в их питании. Кроме упомянутых выше насекомых-ксилофагов такие симбиотические дрожжи были обнаружены в кишечниках многих ризо- и сапрофагов, например, кивсяков, мокриц, личинок пластинчатоусых жуков (бронзовка, майский жук), личинок жуков-щелкунов. Дрожжи, обитающие в кишечниках сапрофагов, представлены разными аскоспоровыми родами, такими как Debaryomyces, Williopsis, Torulaspora, а также анаморфами из рода Candida/33/.

Дрожжевые грибы постоянно обнаруживаются также в кишечниках и экскрементах различных беспозвоночных, питающихся зелеными частями растений (фитофагов), например, многих представителей равнокрылых, клопов, трипсов, жуков, гусениц бабочек и перепончатокрылых и др. Среди таких дрожжей обычны виды Metschnikowia reukaufii и Metschnikowia pulcherrima, обитающие в растительном нектаре. Также в субстратах, ассоциированных с зеленоядными беспозвоночными, часто обнаруживаются и другие виды аскомицетовых дрожжей из родов Candida, Debaryomyces/34/.

При значительном таксономическом разнообразии культур дрожжей, выделенных от насекомых, четко доминирующую часть представляют виды Pichia (Hansenula) и их анаморфы (Candida spp.), вместе составляющие 64% от общего их количества/18/.

Идеальным местом обитания дрожжей считаются  цветы и особенно их нектарники. В тех случаях, когда опыление производится насекомыми, дрожжи с их помощью распространяются на растения- хозяева. Так как плоды развиваются из цветочных завязей, то цветы можно рассматривать и как один из первоначальных источников заражения плодов дрожжами.

По данным Шванвича Б.Н. на цветах обнаруживаются преимущественно аспоргенные дрожжи Candida reucauffi (Metshikowia reucauffi), C.guilliermondii, представители Kloeckera, Rhodotorula. По данным Луида, на цветках встречаются дрожжи Saccharomyces и Hansenula, но преобладают Torulopsis и Candida, менее часто выделяются виды Cryptococcus, Kloekera, Rhodotorula /35/.

Цветочный нектар может содержать сахара в концентрации до 20%, а также аминокислоты, органические кислоты, минеральные соли, представляя собой идеальную среду для развития дрожжей. Действительно, из цветков энтомофильных растений всегда выделяются дрожжи, среди которых можно обнаружить как типичные эпифитные виды, постоянно присутствующие и на других частях растений, так и специализированные формы. По-видимому, так же как и в случае сочных плодов, появление последних в значительной степени зависит от успешного инфицирования, за которое могут быть ответственны насекомые — опылители. Действительно, одни и те же виды дрожжей обнаруживаются как в нектароносных цветках, так и на их опылителях, в частности пчелах/36/.

Наиболее ранние исследования микрофлоры насекомых были посвящены изучению возбудителей болезней тутового шелкопряда и медоносной пчелы, затем патогенной микрофлоры вредных видов насекомых и, наконец, изучению нормальной микрофлоры.

Впервые итальянский исследователь Августино Басси установил, что мускардину тутового шелкопряда вызывает паразитический гриб, которому он дал название Botrytis paradossa. В 1849 году французский исследователь Герен-Меневиль описал возбудителя пебрины (нозематоза) тутового шелкопряда. Возбудитель болезни позднее получил название Nosema bombycis. Неоценимый вклад в изучение патогенной микрофлоры тутового шелкопряда внес Луи Пастер. Кроме того, Пастер описал другую болезнь тутового шелкопряда — фляшерию, вызываемую бактериями, среди которых он различал «вибрионы», «монады» и «круглые тельца, соединенные в цепочки»/37/.

Большой вклад в изучение бактериальных и вирусных болезней медоносной пчелы сделал американский исследователь Уаит. Он установил, что возбудителем американского гнильца пчел является Bacillus larvae,  возбудителем европейского гнильца — Bacterium pluton  и возбудителем мешотчатого расплода — фильтрующий вирус /38/.

Дрожжи и дрожжеподобные организмы, связанные с насекомыми, можно разделить на две категорий, в зависимости от того, являются ли они внутриклеточными или внеклеточными организмами по отношению к тканям хозяина /39/.

Дрожжи, обитающие в теле насекомых, изучались очень мало. Большая часть подобных исследований касалась роли дрожжей в питании насекомых. Скудность данных о ней объясняется, возможно, так же тем, что число видов дрожжей, связанных внеклеточно с насекомыми, невелико по сравнению с числом таких видов бактерий и простейших.

Несколькими исследователями установлено, что дрожжи встречаются как на поверхности, так и внутри тела насекомых, пойманных в природе. В 1883 году Бутру (Гийермон,1920) установил, что насекомые (комары и другие двукрылые, осы, пчелы и муравьи) распространяют в природе такие дрожжи, как Saccharomyces cerevisiae, Saccharomyces ellipsoideus и Pastorianus. Берлезе обнаружил дрожжи в пищеварительном тракте различных насекомых, и высказал мнение, что некоторые двукрылые служат обычным местообитанием для определенных видов дрожжей /33,37,38/.

У многих насекомых в кишечнике или в особых его придатках обитают в качестве симбионтов простейшие, дрожжи, бактерий. Они могут быть там внеклеточными симбионтами или же находиться в клетках специализированных тканей. Симбионты либо выполняют пищеварительную функцию, либо поставляют хозяину необходимые ему дополнительные вещества (стеройды, витамины, аминокислоты). У многих насекомых содержащие эндосимбионтов органы (мицетомы) образуются из придатков задней кишки/40/.

Микрофлора кишечника, вызывающая заболевания, может быть использована для микробиологического метода борьбы с вредными видами насекомых. Большинство энтомопатогенных микроорганизмов обладает специфичностью к определенным видам или родам насекомых. Направленная селекция может дать такие микроорганизмы, которые будут патогенны в основном для одного или нескольких видов насекомых. Таким образом, микроорганизмы в отличие от инсектицидов, как правило, действуют избирательно на определенные виды, роды и семейства /41/.

В отношении общности микрофлоры  кишечника взрослых форм и личинок медоносной пчелы, а также перги, меда и цветов медоносных растений, наблюдается аналогичная картина (таблица 1). По данным таблицы можно проследить, как микрофлора цветов медоносных растений вместе с нектаром и пыльцой с помощью пчел- сборщиц поступает в пчелиную семью  распределяется в корме, и среди различных возрастов пчел.   Пчелы, как и другие насекомые, посещая растения, переносят эпифитные и фитопатогенные бактерии. Микрофлора насекомых также часто переносится на растения. Посещая растения, насекомые оставляют на их цветах, листьях и плодах микрофлору своих наружных органов и кишечника. В то же время, питаясь нектаром, соком, падевыми выделениями, плодами и другими частями растений, насекомые заглатывают и загрязняют свои органы микрофлорой растений /33,36/.                       

                                                                                                        Таблица 1

Виды дрожжей, выделенных из пчел, их личинок, меда, перги и цветов.                                                                                                    

Наименование	Кишечник пчел	Кишечник личинок	Перга	Мед	Цветы
Candida scotti	+	—	—	—	—
***    solani	+	+	—	—	—
***     pulcherrima	—	—	—	—	+
***     reukaufii	+	—	+	—	+
***     robusta	—	—	—	—	+
***     tenuis	+	—	+	—	—
***     parapsilosis	+	—	+	—	—
***     brumptii	+	—	—	—	—
***     guillermjndii	+	—	—	—	—
***     sp.	+	—	—	—	—
Torulopsis famata	+	—	+	+	—
***     inkonspicua	—	—	+	—	—
***    sake	+	—	+	—	—
***    candida	—	—	—	—	+
***    stellata	+	+	+	—	—
***    etchellsii	+	—	+	—	—
***    vtrsatilis	+	—	—	—	—
***    molischiana	+	—	—	—	—
***    magnolliae	—	—	+	+	—
***    globosa	—	—	+	—	—
***   sp.1	—	—	—	+	—

 

 

 

 

 

 

 

Продолжение табл.1

***   sp.2	—	—	—	—	+
***   sp.3	+	—	—	—	—
***  sp.4	+	—	—	—	—
Cryptococcus                    neofjrmans	—	—	+	—	—
Trichosporon fermentfns	—	—	—	—	+
Zygosacharomyces bailii	—	—	+	+	—
Debaryomyces kloekeri	+	—	—	—	—
***   disporus	—	—	+	—	—
Saccharomyces heterogenicus	—	—	+	—	—
***  fructuum	—	+	—	—	—
Hansenula anomala.	+	—	+	—	—

 

1.3. Практическая значимость дрожжей

Дрожжи с незапамятных времен играют значительную роль в нашей жизни. Около 6 тыс. лет до нашей эры в Вавилоне уже умели изготавливать напитки типа пива и вина, печь хлеб. В настоящее время дрожжи широко используются в спиртовом производстве, хлебопечении, виноделии, молочной промышленности, при получении кормового и пищевого белка, а также биологически активных веществ и отдельных компонентов клеток.

Традиционно для получения кормовой и пищевой биомассы используют дрожжи различного систематического происхождения, т.к. дрожжевая биомасса является дешевым источником белка, аминокислот, витаминов, жиров. Для получения кормового белка дрожжи выращивают на отходах различных производств, в том числе и пищевых – мелассной и зерновой барде, для получения пищевой биомассы – мелассе, этиловом спирте, молочной сыворотке.

Некоторые технологические особенности процесса выращивания микроорганизмов на мелассной и зерно-картофельной барде связаны в основном со свойствами данного вида сырья, а также с возможностью использования вторичной барды после отделения от жидкой фазы кормовых дрожжей.

Зерновая барда – отход спиртового и ацетонобутилового производства; содержание сухих веществ в ней достигает 8-12%.  В зависимости от качества исходного сырья и способов его переработки на заводах химический состав барды изменяется в широком диапазоне.

Свекловичная меласса- отход производства сахара из свеклы, богата органическими и минеральными веществами, необходимыми для роста микроорганизмов. Она содержит 45-60%  сахарозы,0,25-2,0 % инвертного сахара, 0,2-3%  раффинозы. Кроме того в мелассе содержатся аминокислоты, органические кислоты и их соли, бетаин, минеральные соединения, микроэлементы, а также некоторые витамины.

Из усваиваемых кормовыми дрожжами форм углерода в наибольшем количестве в барде присутствуют карбоновые кислоты. Состав летучих и нелетучих карбоновых кислот, переходящих в барду из мелассы и другого сырья и образующихся при спиртовом брожении, разнообразен: в барде обнаружены молочная, уксусная, муравьиная, пропионовая, гликолевая и другие кислоты.

В значительно меньшем количестве (4-7%) содержатся в барде несброженные сахара, включающие глюкозу, фруктозу, арабинозу, кестозу, раффинозу и др. Глицерин и незначительные количества этилового, изоамилового и некоторых других высших спиртов остаются в барде при перегонке бражки.

В мелассной и зерновой барде в небольших количествах имеются различные формы азота (растворимый, аммиачный, аминный). Хроматографическими методами анализа в барде обнаружены следующие аминокислоты: лейцин, аргинин, валин, глицин, тирозин, серин, аспарагин (следы), аргинин, фенилаланин, глутаминовая и аминомасляная. Многие из них ассимилируются дрожжами. Но преобладающая доза азотсодержащих веществ барды, бетаин и глутаминовая кислота дрожжами не усваиваются.

Соотношение углеродсодержащих веществ, усваиваемых дрожжами, в мелассной барде составляет, по усредненным литературным данным, следующие величины (в кг/м³):

Карбоновые кислоты                12-13

Аминокислоты                             2-3

Глицерин и другие спирты         6-7

Сахара                                           3-4

Прочие вещества                          2-3

Для повышения выхода дрожжей в перерабатываемую барду, содержащую относительно небольшое количество источников углерода (это особенно относиться к мелассной барде), рекомендуется  добавлять дополнительные легкоусваиваемые углеродсодержащие вещества: свеклосахарную мелассу, кукурузный экстракт, гидрол, эфиро-альдегидные фракции. Однако такие добавки значительно повышают себестоимость кормовых дрожжей. Экономический выгодным является выращивание дрожжей на смеси барды и гидролизатов растительных отходов.

В значительных количествах в барде присутствуют соли калия, натрия, магния и микроэлементы: железо, марганец, медь, цинк, кобальт и др.Послеспиртовая барда имеет рН 5,2-5,6

Для выращивания микроорганизмов может применяться  послеспиртовая барда, но она часто не содержит требуемого для нормальной жизнедеятельности дрожжей комплекса соединений. Поэтому в зависимости от состава барды ее обогащают различными питательными веществами.

Дополнительные углеродсодержащие продукты (мелассу, кукурузный экстракт или гидрол) добавляют при размешивании к горячей барде (в количестве 10кг на 1м³ барды) до стерилизации.

Состав кормовых дрожжей полученных выращиванием на зерно-картофельной (I) и мелассной (II) барде, следующий (в %):

 

                                I                     II

                                        Влага                      6-10              6-10

 Сырой белок         48-56             47-55

                                        (NX6,25

                                        Углеводы               22-25             14-17

 Жиры                      2-5                  2-5

   Зола                        7-9                  8-10

 

Незаменимых аминокислот содержится в дрожжах (в г на 100г белка)

триптофана 0,4-0,7, лизина 2,5-3,6, метионина 0,7-1,0, аргинина 1,4-2,6, гистидина 1,2-2,0, треонина 4,2-2,6, валина 3,0-2,6, изолейцина 2,3-5,1; лейцина 3,5-3,6, фенилаланина 2,4-3,1, цистеина 0,4-0,6/50/. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Таблица 2

   Химический состав барды, полученной при переработке различных культур

 

Соединения	Содержание в зерно-картофельной барде (%) полученной из
	ржи	куку рузы	овса	ячме ня	карто феля
Вода Растворимые СВ Редуцирующие вещества Редуцирующие вещества после  гидролиза Крахмал Пентозаны (в фильтрате) Гемицеллюлозы Клетчатка Азот общий в том числе в фильтрате Зольные вещества в том числе в фильтрате Жир Общее содержание СВ	92,7 2,9 0,4 0,3   0,3 0,5 1,7 0,5 0,3 0,1 0,4 0,2 — 7,3	92,4 2,5 0,5 0,6   0,4 0,3 1,6 0,3 0,3 0,04 0,4 0,3 0,7 7,6	93,1 2,0 0,3 0,6   — 0,2 1,3 0,8 0,2 0,1 0,6 0,3 0,9 6,9	92,9 2,7 0,4 0,4   — 0,4 1,2 0,7 0,2 0,07 0,6 0,3 0,5 7,1	95,0 2,0 0,2 0,3   0,3 0,4 1,0 0,2 0,2 0,06 0,4 0,3 — 5,0

 

Питательная ценность микробного белка определяется, в первую очередь, содержанием и соотношением в белке незаменимых аминокислот. Комплекс аминокислот в суммарном белке клетки может меняться в зависимости от состава питательной среды (особенно от источника углерода), на которой выращиваются микроорганизмы, а также от возраста клеток/51/.

Относительно возможности использования в пищу дрожжей в виде цельноклеточной биомассы до сих пор нет однозначного решения. Известно, что правительства разных стран на основании рекомендаций ФАО/ВОЗ разрешают применять для пищевых целей без ограничений только виды рода Saccharomyces. Дискуссионным остается вопрос о возможности использовать в пищу не только цельноклеточную, но и  частично облагороженную (денуклеинизированную) биомассу, а также о правомерности отнесения к сахаромицетам дрожжей  Kluyveromyces- производного описанного ранее вида S.fragilis. Рекомендуются выздоравливающим, детям, при больших физических нагрузках/52/.

 

 

 

 

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

 

2.1.     Материалы и методы исследования.

 

2.1.1.  Метод выделения культур дрожжей.

 

Природными источниками дрожжевых культур служила медоносная пчела.

Выделение культур дрожжей было проведено посевом на поверхность среды, методом десятикратных разведений. Посев производили на твердую питательную среду сусло-агар (сусло 6^о по Баллингу + 2% агар-агара). Режим стерилизаций- 1А, 20 минут. После посева чашки инкубируют 24ч при температуре 28⁰С.

Изолированные колонии дрожжей отсевали на косой агар штрихом. Проверку чистоты выделенных культур проводили визуально и микроскопированием, после истощающего посева петлей и шпателем.

У выделенных культур дрожжей изучали комплекс свойств, необходимых для их идентификации: морфологических, культуральных, биохимических и физиологических.

 

2.1.2.  Методы изучения морфологии и вегетативного размножения культур дрожжей

Микроморфологию изучали на молодых культурах (2-3-х суточных), выросших в жидкой среде (6^о Балл. сусло).  Препараты, «раздавленная капля», микроскопировали с помощью микроскопа при увеличении 10х40. Измерение величины клеток проводили при помощи винтового окулярного микрометра. Способ вегетативного размножения наблюдали одновременно с описанием морфологии дрожжей на тех же средах в культурах 2-3 суточного возраста.

Из культур, выросших на сусле, брали посевной материал для выращивания гигантской колоний дрожжей, с целью описания характера макроморфологии на сусло-агаре. После 4-х недельного культивирования отмечали следующие признаки: цвет, размер, форму, край, профиль, поверхность, оптические свойства, консистенцию/42/.

Способность к образованию истинного мицелия и псевдомицелия изучали на картофельно-глюкозном агаре, культивируя дрожжи на предметном стекле (slide-культура)/2/.  Расплавленную среду наливали в чашки Петри и в нее, с помощью пинцета опускали и быстро вынимали стерильные предметы стекла. Покрытые пленкой агара стекла помещали на V-образную стеклянную подставку в чашке Петри. Затем на стекла наносят негустую дрожжевую суспензию — по три параллельных линии вдоль стекла. Стерильные покровные стекла накладывают на штрихи так, чтобы под ними не оставались пузырьки воздуха, а часть линий оставалась свободной. На дно чашки наливают стерильную воду во избежание пересыхание слоя агара на пластинке. В течение 3-5 дней инкубации при 25⁰С определяют характер роста псевдомицелия или истинного мицелия, микроскопируя штрихи под покровным стеклом и вне стекла, т.е.  в анаэробных и в аэробных условиях. На таких препаратах не нарушается естественное расположение клеток псевдомицелия, бластоспор или артроспор/43/.

 

2.1.3.  Методы изучения культуральных признаков

Культуральные признаки изучали на плотных и жидких питательных  средах. При посеве в жидкую среду количество посевного материала — петля дрожжевой культуры. Описание характера роста проводились на 3-е, 7-е, 30-е сутки культивирования на качалке, по следующим признакам:

1) наличие пристеночного кольца,

2) характер, толщина поверхностной пленки,

3) характер и интенсивность мути,

4) цвет, структура, характер осадка.

Для описания характера роста на плотной среде (сусло-агар) брали 3-х суточную культуру. Описывали цвет, край, оптические свойства, поверхность штриха.

 

2.1.4.  Методы изучения спорообразования.

При изучении половых особенностей принимали во внимание наличие или отсутствие конъюгации, морфологию зигот, характеристику асков и аскоспор на ацетатном агаре (25 г агар-агара на 1л дистиллированной воды, 10 г ацетата натрия, 5 г хлористого калия). Среду автоклавировали при 1А, 30 минут. Предварительно культуры выращивали на богатой предспоруляционной среде Городковой в модификации Лоддер и Крегер-Ван-Рий (2г глюкозы, 10г пептона, 5г хлористого натрия,  30г агар-агара на 1л водопроводной воды).

 

2.1.5. Методы изучения некоторых физиолого-биохимических свойств культур дрожжей

Для изучения способности  дрожжей к сбраживанию различных сахаров применяли метод с использованием трубок Дунбара. Количество посевного материала 0,1мл инокулята. Инокулят 1 суточная культура выращенная на глюкозо-пептонной среде (20г глюкоза, 10г пептона, 5г дрожжевого экстракта на 1л водопроводной воды). Среды готовили с добавлением углеводов (глюкоза, сахароза, лактоза, манноза, мальтоза, инозит, сорбит) к основному фону среды в количестве 1 %. Основной фон готовили на водопроводной воде, 0,5г пептона, 0,1% фосфорнокислого калия двухзамещенного /28/.  Растворы сахаров разливали по трубкам Дунбара,  автоклавировали 20 минут при 0,5А. Наблюдение вели ежедневно в течение недели. О способности к сбраживанию сахара свидетельствует образование газа в закрытом колене трубки/44/.

Способность к ассимиляции источников углерода определяли на жидкой среде. В качестве основного фона использовали среду Лоддер и Крегер-Ван-Рий (вода-1л, сернокислый аммоний- 5г, фосфорнокислый калий однозамещенный- 1г, сернокислый магний — 0,5г). Источник углерода добавляют к основному фону в количестве 1%. Среду автоклавируют при 0,5А, 20 минут. Инокулят и источники углерода готовили, как и в предыдущем опыте.

 Учет результатов на жидких средах проводили ежедневно в течение 5  дней. Об усвоении того или иного источника углерода судили по мутности среды и методом прямого подсчета клеток в камере Горяева.

Способность ассимилировать различные источники азота определяли  также на жидкой среде. Испытывали отношение к нитрату калия, сульфату аммония, пептону и аспарагину с добавлением в среду в количестве 0,7г/л. Среду готовили с добавлением к 1л водопроводной воды 20г глюкозы,1г фосфорнокислого калия однозамещенного, 0,5г сернокислого магния. Стерилизовали 0,5А, 30 минут.

Способность к росту на средах с повышенным осмотическим давлением определяли по чувствительности  к сахару и соли. При определении галотолерантности дрожжей  использовали среды с хлористым натрием, концентрация 0%, 5%, 10%. Для определения осмотолерантности использовали среды с концентрацией глюкозы 4%, 10%, 20%. Культивировали в течение 5 суток на качалке. Прирост биомассы определяли методом подсчета с помощью микроскопа в камере Горяева.

Антагонистическую активность определяли методом диффузии в агар. При этом методе поверхность агара засевают тест — организмом, затем на питательном агаре в чашках Петри вырезаются лунки. В эти лунки вносится культуральная жидкость. Об антагонистической активности судили по диаметру зон отсутствия роста тест — организма и выражали в мм.

Формула расчета зоны угнетения:  

 

А =Д₁-Д₂ / 2

 

Д ₁  — О зоны задержки

Д ₂  — О зоны лунки.

В качестве тест-организмов использовали грамотрицательные бактерии Escherichia coli, Pseudomonas multocida, грамположительные Staphylococcus aureus, микобактерии  Mycobacterium rubrum, спорообразующие Вacillus subtilis,B.carotovorum. Для опыта использовали односуточные бактерии, выращенные на МПА (мясопептонный гидролизат 250 мл, пептон-10г, хлористый натрий – 5г, водопроводная вода -750 мл). Режим стерилизаций 1А, 30 минут, рН среды 7,0. И 5-ти суточные дрожжи- тестеры, выращенные на среде Ридера, содержащей разные источники углерода и азота, суспензии тест-культур вносили в чашки Петри в количестве 0,1 мл. В 1мл суспензии содержалось 10⁶-10⁷ клеток/45/.

 

 

2.2. Культивирование штаммов дрожжей на разных средах

Проверяли способность штаммов культур дрожжей к накоплению биомассы при росте на отходах  спиртового, свекло-сахарного, дрожжевого производства.

1. Солодовое сусло.
2. Меласса (средняя проба) — ЗАО Сахарный комбинат

         «Курганинский», Россия.

3. Мелассная барда Алматинского дрожжевого завода.
4. Зерновая барда Талгарского спиртового завода.
5. Зерновая барда +меласса 1 об. % + минеральные соли.

Для выращивания культур использовалось солодовое сусло разбавленное; натуральная зерновая барда,  мелассная барда (культуральная жидкость после культивирования и отделения пекарских дрожжей); мелассный субстрат,  полученный путем разбавления мелассы до 4%-ной концентрации сахара, с добавлением 1,32 г/л сульфата аммония и 1г/л фосфата калия; зерновая барда + меласса 2% + минеральные соли (сульфат аммония, фосфат калия 1%).

При культивировании дрожжей в колбах на качалке для засева использовались клетки, выращенные в течении 24 часов в пробирках на агаре. Из агара клетки  в виде суспензии переносились в колбы, содержащие 50 мл среды. Затем переносились в колбы, содержащие 200 мл питательной среды. Выращивание культур в колбах производилось в течение 3 суток на качалке (190 об./мин).

Прирост биомассы определяли  методом подсчета с помощью микроскопа в камере  Горяева, а накопление биомассы по весу.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

3. ПОЛУЧЕННЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

 

3.1.    Изучение морфологических признаков дрожжей.

Результаты изучения морфологических признаков исследуемых культур дрожжей приведены в таблице 3.

                                                                                                  Таблица 3

Морфологические признаки культур дрожжей

 

Штаммы дрожжей	Морфологические признаки клеток
	Форма клеток	Величина клеток  мкм	Характер вегетативного размножения
П 1	круглые, реже овальные	7,6-6,6	Почкование, на обоих концах клетки
П 2	округлые	6,2-5,6	Почкование, на обоих концах клетки
П 3	округлые, реже овальные	8,2-6,0	Почкование, на различных участках клетки
П 4	округлые	7,1-6,2	Почкование, на различных участках клетки

 

Микроморфологические признаки дрожжей включают форму и величину клеток, характер вегетативного размножения, способность к образованию мицелия. Выявлено, что 2-3 суточные клетки изучаемых штаммов имеют в основном круглую, овальную форму, размеры в пределах 6,2-5,6 мкм до 8,2-6,0 мкм (табл. 3).

В зависимости от места образования почек и способа их отделения от материнской клетки различают несколько типов почкования. Этот признак хорошо выявляется при обычной световой микроскопии и служит для дифференциации дрожжей на различных таксономических уровнях. По месту заложения почек различают полярное (биполярное) и многостороннее почкование. Многостороннее почкование наиболее распространено среди дрожжей. Оно типично для родов Saccharomyces, Pichia, Debaryomyces, Candida и многих других. У большинства аскомицетовых дрожжей с многосторонним почкованием почки возникают на любом месте клеточной поверхности последовательно одна за другой, однако у некоторых видов закладывается одновременно по несколько почек. В этом случае говорят о множественном почковании. Каждая новая почка после отделения оставляет на материнской клетке новый шрам почкования, по числу которых можно судить о возрасте клетки.

У всех исследуемых штаммов дрожжей был выявлен только один способ образования вегетативных клеток — многостороннее почкование.

Принадлежность дрожжей к грибам обусловливает наличие у них мицелиальных форм. Эта особенность изучалась при росте дрожжей на картофельно-глюкозном агаре (slaid-культура).

У многих видов дрожжей в определенных условиях роста материнские и дочерние клетки после почкования не разъединяются, а продолжают почковаться. В результате возникают структуры, имитирующие мицелий. Такой мицелий называют ложным, или псевдомицелием. В отличие от истинного (септированного) мицелия, в нитях псевдомицелия между клетками обычно хорошо заметны перетяжки, а апикальные (концевые) клетки всегда короче предшествующих. Псевдомицелий, состоящий только из клеток одного типа, сходных по форме и размерам, называют примитивным (рудиментарным). Сложный псевдомицелий состоит из клеток более чем одного типа, обычно в нем резко различаются длинные клетки, составляющие псевдогифы, и расположенные на них одиночные или собранные гроздьями круглые, овальные или клиновидные почки, которые в этом случае называются бластоспорами. Образование псевдомицелия характерно для многих аскомицетовых дрожжей, например из родов Candida, Pichia.

Штаммы дрожжей П1, П3 образуют разветвленный псевдомицелий, штамм П4 образует зачаточный псевдомицелий, у штамма П2 образование мицелия не наблюдали (рис 1-5).

                                                                                                          Рисунок 1

Разветвленный псевдомицелий (анаэробные условия) штамм П1

 

                                                                                                   Рисунок 2

Разветвленный псевдомицелий (аэробные условия) штамм П1

 

 

                                                                                                    Рисунок 3

Рудиментарный псевдомицелий (анаэробные условия) штамм П3

 

 

                                                                                           Рисунок 4

Разветвленный псевдомицелий (аэробные условия) штамм П3

 

                                                                                                              Рисунок 5

          Рудиментарный псевдомицелий (анаэробные условия) штамм П4

 

 

 

 

У всех исследованных культур дрожжей  способности к спорообразованию обнаружить не удалось.

Форма спор, способ их образования и прорастания являются важными родовыми признаками. Выявление способности дрожжей к спорообразованию является очень сложным. Не всегда удается обнаружить сумки со спорами, в ряде случаев приходится испробовать много разных сред, в остальных же случаях споры и совсем не обнаруживаются. Это связано с тем, что в лабораторных условиях многие дрожжи теряют способность к спорообразованию/49/.

В. И. Кудрявцев предлагает следующее решение вопроса – если у данных дрожжей споры не обнаруживаются, а характер углеводного обмена у них общий с известными спорообразующими дрожжами, то они могут быть отнесены к одному роду с ними.

Макроморфология основывается на описании гигантских колоний дрожжей. Описание гигантских колоний проводили на поверхности сусло – агара в чашках Петри,

Морфология гигантской колоний культур дрожжей на плотной среде представлена в таблице 4.

 

 

 

 

                                                                                                Таблица 4

Морфология колоний дрожжей

 

Штаммы дрожжей	Характер роста гигантской колонии.
П 1	Колония круглая белого цвета, с блеском, к центру выпуклая, радиально исчерченная поверхность, с фестончатым краем, размер 25 мм.
П 2	Колония круглая оранжево-розового цвета, с блеском, выпуклая в центре, край фестончатый, заметны сектора, радиально исчерченная поверхность, кожистая, размер 22мм.
П 3	Колония круглая, выпуклая, кремовая с блеском,       поверхность колонии крупно- мелкоморщинистая, с радиальной исчерченностью, край волнистый, размер 38 мм.
П 4	Колония круглая, плоская, белая, гладкая поверхность, ровный край, размер 25 мм.

 

Табличные данные свидетельствуют о том, что штамм П2 заметно отличается от всех имеющихся культур ярко выраженной пигментацией, характерной для представителей рода Rhodotorula. Красная, оранжевая, розовая окраска обусловлена наличием пигментов каротиноидной  природы.

Пигментированные дрожжи являются интересным с биотехнологической  точки зрения объектом. Эти дрожжи имеют широкий спектр утилизации различных источников углерода, хорошо растут при высоких температурах, образуя большую биомассу/46/. Помимо пигментов, интересным для биотехнологии продуктом является кофермент Q₁₀. Это соединение широко применяется в медицине и косметологии. У дрожжевых грибов встречаются различные виды убихинонов: Q₅ -Q_10./47/.

Необходимо отметить, что колонии штаммов П2 и П3 имеют хорошо заметные сектора, что не наблюдается в морфологии колонии других культур.

Внешний вид гигантской колонии зависит от интенсивности размножения, формы клеток и их способности к почкованию (биполярное, многостороннее), от угла образуемого дочерней клеткой, дающей разнообразные ответвления (рис. 6-9).

                                                                                                        Рисунок 6

                         Гигантская колония штамм П1

 

 

 

 

 

 

                                                                                                     Рисунок 7

                      Гигантская колония штамм П2

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

3.2.   Изучение культуральных свойств.

 

Определение культуральных признаков дрожжей проводили по описанию гигантской колоний на поверхности сусло – агара в чашках Петри, штриха на скошенном агаре и характер роста в жидкой среде (солодовое сусло 6 Б^о). 

Данные, характеризующие рост дрожжей на скошенном агаре:

 

        П1. Сплошной налет с ровным краем, цвет белый с блеском, поверхность гладкая, мягкая консистенция.

        П2. Сплошной налет с блеском, мелко-складчатая, край фестончатый, цвет оранжево-розовый, консистенция кожистая.

        П3. Край слабо фестончатый, цвет кремовый с блеском, поверхность мелкоморщинистая.

        П4. Край ровный, матовая без блеска, цвет грязно белый, поверхность гладкая. 

 

 

Таблица 5

Рост дрожжей на жидкой среде

Штаммы дрожжей	Характер роста на жидкой среде
П 1	Плотный осадок, матово-серого цвета, культуральная среда лимонного (желто-зеленого) цвета, пленки и пристеночного кольца нет.
П 2	Рыхлый осадок, культуральная среда светло-оранжевого цвета, активное газообразование, пленки нет,  пристеночное кольцо.
П 3	Образует широкое пристеночное кольцо, пленки нет, плотный осадок.
П 4	Пристеночного кольца и пленки нет, рыхлый осадок.

 

При описании характера роста дрожжей в жидкой среде отмечали следующие признаки: степень помутнения среды, наличие пристеночного кольца, наличие пленки и ее характер, образование осадка. Вариабельность этих признаков определяется родовой принадлежностью изучаемых культур.

Рост в жидкой среде иногда является одним из определяющих таксономических признаков.

 

3.3.   Изучение некоторых физиолого-биохимических свойств культур дрожжей

Совокупность физиолого-биохимических имеет большое значение при дифференциации таксонов низших порядков: родов и особенно видов.

Определяли способность дрожжей к сбраживанию различных углеводов. Способность вызывать брожение различных сахаров зависит от присутствия соответствующих ферментов в клетке. Это постоянный характерный признак дрожжей, который может служить основой для классификации внутри рода.

Штамм П3 активный бродильщик, проявил способность к сбраживанию глюкозы, сахарозы, маннозы. Активные бродильщики, интенсивно сбраживают различные субстраты, но в аэробных условиях переключаются на дыхательный обмен.

Остальные три штаммы – П1,П2 и П 4 способности к сбраживанию углеводов не проявили, поэтому их отнесли к типу небродящих дрожжей, которые существуют только за счет дыхания, и не способны расти в анаэробных условиях. В отношении усвоения источников углерода дрожжи, по мнению ряда исследователей /43,48/ проявляют определенную закономерность – если дрожжи сбраживают какой-либо сахар, то они могут сбраживать и глюкозу. Если дрожжи сбраживают какой-либо сахар, то они могут его также ассимилировать. Обратное не верно.

                                                                                                          Таблица 6

Характер сбраживания сахаров                               

Источник углеводов	П1	П2	П3	П4
глюкоза	—	—	++++	—
сахароза	—	—	++++	—
лактоза	—	—	—	—
манноза	—	—	++++	—
мальтоза	—	—	—	—
инозит	—	—	—	—
сорбит	—	—	—	—
этиловый спирт	++++	++++	++++	++++

Примечание:  (++++)  –   обильный рост

                          (+ +)    –   средний рост

                           (+)        – слабый рост

                           ( — )       – нет роста.

 

Способность к ассимиляции различных сахаров определяли в жидких средах, содержащих определенный углевод – сахар или спирт.

Показано, что все штаммы инозит не ассимилируют. П1 ассимилирует глюкозу, лактозу, маннозу, слабо мальтозу и сорбит. П2 ассимилирует все углеводы, но слабо.  Штаммы П3и П4 ассимилируют все проверенные углеводы. Все штаммы хорошо растут на средах с этиловым спиртом (1 %об.), в качестве единственного источника углерода.  

Отношение к источнику углерода и энергии, выделенных нами штаммов свидетельствует о том, что они добывают энергию в процессе дыхания, т.е. осуществляют аэробный тип метаболизма. Все штаммы были изолированы с поверхности насекомого, вполне понятно, что они являются аэробными организмами.

Важным физиологическим признаком является усвоение источников азота, определяемое также в жидкой среде. Результаты представлены в табл. 7. Способность к  ассимиляции нитратов считается ценным таксономическим признаком для разграничения дрожжей на уровне рода.

Как видно из таблицы все исследуемые штаммы дрожжей в качестве источника азота усваивают сульфат аммония, пептон, аспарагин, и не усваивают нитратный азот.

                                                                                                          Таблица 7

Ассимиляция источников углерода и азота

Ист. C и N

глюкоза

сахароза

лактоза

манноза

мальтоза

инозит

сорбит

Этиловый спирт

KNO3

(NH4)2SO4

пептон

аспарагин

П1

+++

++

+++

+++

++

+

++

++

—

+

+++

++

П2

++

++

++

+++

++

+

++

++

—

+

+++

+

П3

+++

+++

+++

+++

+++

+

+++

++

—

+

+++

++

П4

+++

+++

+++

+++

+++

+

+++

++

—

+

+++

++

 

Примечание:  (+ + +)  – обильный рост

                       (+ +)    – медленный рост

                         (+)        – слабый рост

                         ( — )       – нет роста.

 

Данные по галотоленрантности дрожжей часто используются в качестве экологической характеристики.

При определении влияния различных концентраций поваренной соли на рост исследуемых штаммов дрожжей отмечено, что при  концентрации  соли 5% все штаммы показали лучший рост, по сравнению с 0% концентрацией (без NaCl) и 10%,   штамм П4 был наиболее солеустойчив. При культивировании дрожжей на средах, содержащих 10% NaCl более 48 часов количество исследуемых клеток дрожжей уменьшается, со временем происходит лизис клеток.

По данным исследователей, при высоких концентрациях (более 10% NaCl), обладающих консервирующим действием, часть клеток популяции делится, после чего вся система переходит в состояние анабиоза.

Степень осмотолерантности  дрожжей обычно всегда приводится при полном описании видов, для целей диагностики  эти данные находят ограниченное применение. Способность к росту на средах с 50 до 60% (по массе) глюкозы используют при идентификации разновидностей сахаромицетов. Почти все дрожжи могут развиваться при содержании в среде 40% глюкозы и ниже. Проведенные исследования показали, что все штаммы дрожжей хорошо росли на средах с 10 и 20% сахара.

 

                                                                                                       Таблица 8

 Чувствительность П1 к повышенному осмотическому давлению

П 1	Галотолерантность			Осмотолерантность
Время (час)	0%	5%	10%	4%	10%	20%
0	335*104	325*104	295*104	310*104	285*104	325*104
24	282*106	198*106	52*106	360*106	616*106	652*106
48	2045*106	1417*106	845*106	3592*106	1706*106	2922*106
72	1702*106	987*106	740*106	2180*106	1625*106	2045*106
96	1400*106	835*106	515*106	2100*106	1585*106	1850*106
120	970*106	675*106	382*106	2085*106	842*106	902*106

 

 

Рис.10

                                                                                                       Таблица  9

Чувствительность П2 к повышенному осмотическому давлению

П2	Галотолерантность			Осмотолерантность
Время (час)	0%	5%	10%	4%	10%	20%
0	195*104	200*104	200*104	210*104	215*104	235*104
24	108*106	176*106	13*106	260*106	266*106	68*106
48	775*106	1275*106	652*106	575*106	1442*106	565*106
72	540*106	660*106	415*106	485*106	735*106	510*106
96	465*106	635*106	355*106	427*106	710*106	422*106
120	325*106	315*106	300*106	235*106	375*106	285*106

 

 

 

 

                                                  Рис.11

 Таблица 10

Чувствительность П3 к повышенному осмотическому давлению

 

П3	Галотолерантность			Осмотолерантность
Время (час)	0%	5%	10%	4%	10%	20%
0	340*104	345*104	335*104	310*104	350*104	335*104
24	276*106	53*106	15*106	308*106	166*106	124*106
48	1045*106	1817*106	912*106	848*106	1070*106	1640*106
72	385*106	705*106	740*106	845*106	680*106	590*106
96	300*106	535*106	465*106	475*106	540*106	430*106
120	252*106	470*106	337*106	432*106	440*106	385*106

 

 

 

Рис.12

 

                                                                                                                  Таблица 11

Чувствительность П4 к повышенному осмотическому давлению

П4	Галотолерантность			Осмотолерантность
Время (час)	0%	5%	10%	4%	10%	20%
0	390*104	475*104	365*104	345*104	355*104	395*104
24	244*106	71*106	42*106	142*106	272*106	106*106
48	2400*106	3857*106	3452*106	1020*106	1490*106	1155*106
72	1650*106	2045*106	1030*106	547*106	1125*106	985*106
96	645*106	680*106	670*106	400*106	865*106	430*106
120	440*106	572*106	472*106	340*106	657*106	385*106

 

 

 

Рис.13

 

На основании изучения морфологии клеток и колоний,культуральных свойств на жидких и плотных питательных средах, полового и бесполого размножения, способности сбраживать и/или ассимилировать определенные источники углерода и азота, физиологических свойств была проведена идентификация штаммов дрожжей, изолированных с поверхности медоносной пчелы:  штаммы П1, П3, П4 отнесены к роду Candida, а штамм П2 отнесен к роду Rhodotorula/49/.

        Род Candida. Клетки круглые, удлиненные, иногда неправильной формы. Размножение многосторонним почкованием. Псевдомицелии имеется у всех видов, он может быть примитивным, но обычно дифференцирован на псевдогифы и бластоспоры. Могут быть хламидоспоры и истинный мицелий. Спиртовое брожение у многих видов. Колонии чаще всего складчатые, морщинистые, с мицелиальным краем, но могут быть гладкими и слизистыми.

      Отдельные виды используются для получения кормового белка из мелассы, отходов винодельческого и целлюлозно-бумажного производств (C. utilis), на парафинах нефти, для получения белково-витаминных концентратов(C.tropikalis, C.guilliermondii).

          Род Rhodotorula. Клетки круглые, овальные или удлиненные. Почкование многостороннее, может быть примитивный псевдомицелий, редко зачатки истинного мицелия и хламидоспороподобные клетки. Баллистоспор не образуют. Колонии красные и желтые, часто слизистой консистенции; клетки в таких колониях имеют капсулы. Инозит, глюкуроновую кислоту не ассимилируют, сахара не сбраживают, крахмалоподобные вещества не образуют. Имеют совершенные формы среди  Rhodosporidium.

В природе распространены очень широко, многие ассоциированы с живыми растениями и обитают на поверхности листьев как эпифиты. Часто выделяются из пресных и водоемов, из воздуха. Эти дрожжи перспективны как источник получения витамина А из каротина и для обогащения этим витамином кормового белка.

Дрожжи родов Rhodotorula как отмечалось ранее, обладают способностью синтезировать и накапливать в клетках каротиноидные пигменты. В зависимости от способа культивирования биомасса дрожжей Rhodotorula может содержать 13-50% белков, в состав которых входит значительное количество незаменимых аминокислот, и до 60% липидов /26/.

В составе основных каротиноидных пигментов обнаружены бета-каротин, торулин, торулародин.

По данным Авчиевой и др. комбинация торулародин – торулин для различных представителей рода Rhodotorula составляет 67-94% от суммы пигментов /53/.

В зависимости от природы каротиноидов, их получают путем синтетического и микробного синтеза, экстрагируют из растительных источников и водорослей. Главный каротиноид, который получают в больших количествах – это бета–каротин. Его получают путем химического синтеза две фирмы «Hoffman – La Roshe» (США) и «BASF» (Германия). В настоящее время начато производство бета-каротина и ликопина микробиологическим путем заводом «Уралбиофарм» (Россия)/54/.

Была изучена антагонистическая активность штаммов дрожжей по отношению к 8 стандартным тест-культурам.

                                                                                               Таблица 12

Антагонистическая активность дрожжей, мм.

 

Дрожжи-тестеры   Тест-организмы	П1	П2	П3	П4
Pseudomonas multocida	0	0	0	0
Staphylococcus. aureus	0	0	0	0
Bacillus subtilis	0	0	0	0
Bacterium carotovorum	0	0	0	0
Proteus vulgaricus	0	0	0	0
Escherihiae coli	0	0	0	0
Mycobacterium rubrum	5	4	5	4

 

Показано, что все штаммы дрожжей проявили антагонистическую активность в отношении Mycobacterium  rubrum, зона подавления роста при этом составила 4-5 мм.

 

3.2. Рост штаммов дрожжей на различных средах

Динамику роста штаммов дрожжей изучали в жидких питательных средах, являющихся отходами пищевых производств, в условиях аэробного культивирования (на качалке с 220 об/мин), результаты снимали на 2-е, 3-е, 4-е сутки (см. рис. 5-8).

Как видно из диаграмм, для всех без исключения штаммов наиболее неблагоприятной для роста и накопления биомассы является мелассная барда, количество клеток в единице объема к началу стационарной фазы роста дрожжей достигало всего 2-3х10⁸ клеток /мл. Плохой рост и низкий выход биомассы дрожжей на мелассе видимо связан с тем, что основными источниками углерода в мелассной барде являются карбоновые кислоты, для усвоения которых дрожжам требуется почти в 2 раза больше кислорода по сравнению со средами, содержащими углеводы. Видимо культивирование на качалке не обеспечивает должный уровень аэрирования культур.

Активный рост дрожжей обеспечивали зерновая барда и зерновая барда + меласса + минеральные соли, количество клеток к началу стационарной фазы на этих средах составляло 8-12х10⁸ клеток /мл, что примерно 4 раз превышало предыдущий показатель.

Рис.15

Рис.16

Рис.17

 

Рис.18

Таблица 13

Накопление биомассы на различных средах, в г/л

 

среда     штамм	Солодовое сусло	Зерновая барда	Мелассная барда	Меласса + мин. соли	Зер.+мел+ мин.соли,
П1	7,6	10,1	3,9	5,9	15,5
П2	7,9	6,5	3,05	4,65	9,8
П3	7,4	10,8	3,4	5,9	16,9
П4	6,6	5,8	2,5	4,2	9,2

Согласно представленным результатам, максимальный выход биомассы (г/л) получен у дрожжей шт. П1 и П3 как на зерновой барде, так и на зерновой барде + меласса + минеральные соли, количество  биомассы при этом составляло 10,1 и 16,9 г/л (абс.сух.биомассы), соответственно.  Количество биомассы, образованной штаммами П2 и П4 на модифицированной зерновой барде несколько меньше и достигает к концу культивирования 9,8 и 9,2 г/л, соответственно. Наименьший выход биомассы на зерновой барде показали дрожжи П2 — 6,5г/л и П4- 5,8г/л.

 

На солодовом сусле в аэробных условиях культивирования происходит хороший рост и накопление биомассы всех штаммов дрожжей. После 48 часов культивирования дрожжи на 1 л питательной среды разные штаммы дрожжей накапливают примерно одинаковый уровень  биомассы — от 6,6 г до 7,9 г биомассы (абс.сух.биомассы).

На мелассной барде и мелассном субстрате штаммы дрожжей показали наименьший результат, выход клеточной массы составил от 5,9 до 2,5 г/л.

 Разница в выходе биомассы на одних и тех же средах у разных штаммов дрожжей связана с различиями в активности их ферментов, отличающихся по способности и интенсивности разлагать определенные субстраты.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Выводы

 

1. На основании морфо-культуральных и физиолого-биохимических признаков установлена родовая принадлежность штаммов дрожжей: П 2 отнесен к роду Rhodotorula , а штаммы П1, П3 и П 4 – к роду Candida.
2. Наиболее благоприятными средами для роста и накопления биомассы дрожжей являются зерновая барда и зерновая барда с мелассой и минеральными солями, выход биомассы достигал 10,8 г/л и 16, 9 г/л, соответственно (штамм П3).
3. Все штаммы дрожжей проявляли антагонистическую активность по отношению к Mycobacterium rubrum.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

 

1. http://soil.msu.ru/soilyeasts/Main_page.htm
2. Егоров Т.А., Клунова С.М., Живухина Е.А. Основы биотехнологии.   -Москва, 2003.-208с.

3.Мамонова Л.П.  Эндогенный метаболизм и химический состав         кормовых дрожжей рода Candida в процессе роста. -Алма-Ата, 1977.-5с.

4. Использование биомассы микроорганизмов для пищевых целей. Сборник научных трудов, -Пущино, 1985. -120с.

5.Воронин  Е.С. Биотехнология. -Санкт-Петербург: ГИОРД, 2005.- 41с.

6.Залашко М.В. Физиологическая регуляция метаболизма дрожжей.-      Минск: Наука и техника, 1991.-331с.

7.Егоров Н.С., Олескин А.В., Самуйлов В.Д. Биотехнология проблемы и перспективы. -Москва: Высшая школа, 1987.-16-37с.

8.Квасников Е.И., Щелокова И.Ф. Дрожжи.- Киев: Наука Думка, 1991.-316 с.  

9.Бабьева И.П., Моавад Хасан, Марченко А.И. Азотфиксация  в совместных культурах Lipomyces с бактериями. – Микробиология. 1977, №2.-270-272с.

10.Казанцева Д.И, Зимина М.Л. Штаммы-киллеры с широрким спектром действия. — Микробиология. 1989, № 2.-291-297с.

 11.Квасников Е.И., Васкивнюк В.Т. Каротинсинтезирующие дрожжи.-Киев: Наука Думка, 1980.-171с.

12.Квасников Е.И., Исакова Д.М. Физиология термотолерантных  микроорганизмов.- М.: наука, 1978.-166с.

13.Щелокова И.П., Дрожжи и дрожжеподобные грибы в эпифитной     микрофлоре диких силосных рослин. – Микробиология. 1964, №6.-13-19с.

14.Берри Д. Биология дрожжей.- М.: Мир, 1985. -95с.

15.Дьяков Ю.Т. Введение в генетику грибов: учебное пособие для студентов. – М.: Наука, 2005. -93с.

16.Халмурадов А.Г. Биология и биотехнология микроорганизмов. Сб.ст., 1992.-127-130с.

17.Гукасян А.Б. Биология гетеротрафных микроорганизмов. Сб.ст., 1971.-48-57с.

18.Голубев В.И. Таксономическое и эколого-географическое       разнообразие культур дрожжей Всероссийской коллекции микроорганизмов (ВКМ).- Прикладная биохимия и микробиология. 2008, №1.-96-100с.

19.Квасников Е.И., Хроликова В.Г. Дрожжи виноделия средней Азии.

-М.: Наука, 1950. -16-18с.

 20.Савенко Н.Ф. Дикие дрожжи и дрожжеподобные грибки  в винодельческом производстве.- М.: пищ. пром, -1956. -183с.

 21.Глушакова А.М., Чернов И.Ю. Сезонная динамика дрожжевого населения листьев кислицы.- Микробиология. 2004,  №2.- 226-232с.

22.Biology and activity of yeasts. Eds. F.A.Skinner, S.M.Passmore., R.R.Davenport. -London et al., 1980.- 310 p.

23. Бабьева И.П. Дрожжи в биогеоценозах разных природных зон. В кн.: Почвенные организмы как компоненты биогеоценоза.- М.: Наука, 1984.-126с.

24.Бабьева И.П., Решетова И.С. Новый вид дрожжей из почв.- Микробиология. 1975, №2. -333-338с.

25.Возняковская Ю.М. Эпифитные дрожжевые организмы.- Микробиология. 1962, №4, -616-620с.

26.Залашко М.В. Биосинтез липидов дрожжами. – Минск, 1971. -35с.

27. Полякова А.В., Чернов И.Ю. Биоразнообразие дрожжей в гидроморфных почвах на примере травяно-сфагнового болота (Западная Сибирь) и кочкарной тундры (Барроу, Аляска).- Микробиология. 2001, №5,-714-720с.

28.Бабьева И.П.  Дрожжи. В кн.: Мир растений.- М.: Просвещение, 1990. т.2,-56с.

29. Возняковская Ю.М. Микрофлора здоровых растении. Автореферат,- М.: 1964. -26с.
30. Кондо Г. Ф., Нудель. Руководство по микробиологии винодельия.- Кишинев, 1966. -185с.

31.Бабьева И.П. Дрожжи.- М.: Просвещение, 2005.-205с.

32. Надсон Т.А. Как попадают дрожжи на ягоды виноградника.- Микробиология. 1972, №6,-35-36с.
33. Полтев В.И. Микрофлора насекомых. Новосиб.: Наука, 1964.-7с.
34. Густелева Л.А. К характеристике видового состава дрожжей у насекомых — ксилофагов. Красноярск, 1971.-106с.

35.Шванвич Б.Н. Насекомые и цветы в их взаимоотношениях.- М.: Мир, 1976.- 58с.

36.Егорова А.И. Микрофлора медоносной пчелы (Apis mellifera). Дис. Душанбе, 1968.- 124c.

37.Ивлиев А. Биология некоторых видов вредных и полезных насекомых, Владивосток, -1978.- 76с.

38. Биология некоторых видов вредных и полезных насекомых Дальнего Востока/под ред Ивлиев А.- Владивосток: ДВНЦ, 1978.-278с.
39. Штейнхауз. Микробиология насекомых.- М.: 1950.- 361-393с.
40. Г. Шлегель. Микробиология.- М.: Просвещение, 1987.- 521с.

41.Биология и биотехнология микроорганизмов.  Ин-т микробиологии, Ташкент: Фан, 1989.- 58с.

 42.Егоров Н. С. Практикум по микробиологии. М.: МГУ. 1976

43 Бабьева И.П., Голубев В.И. Методы выделения и идентификации дрожжей: справочное пособие.- М.: Пищевая промышленность, 1979.-120с.

44. Родина А.Г. Методы водной микробиологии. — Л.: 1965. -364с.
45. Егоров И.С. Микробы-антагонисты и биологические методы определения антибиотической активности. М., 1957.
46. Юрков А.М., Вустин М.М., Тяглов Б.В., Максимова И.А., Синеокий С.П. Пигментированные базидиомицетовые дрожжи — перспективный источник каротиноидов и убихинона Q_10. – Микробиология. 2008, №1,- 5-10с.

47.Бабьева И.П., Чернов И.Ю. Биология дрожжей.- М.: Просвещение, 2004.-12с.

48.Бабьева И.П., Чернов И.Ю. Биология дрожжей.- М.: Просвещение,  1992.- 98с.

49. Кудрявцев В.И. Систематика дрожжей.- М.: АН СССР, 1954.-427с.

50.Грачева И.М., Гаврилова Н.Н., Иванова Л.А. Технология микробных белковых препаратов, аминокислот и жиров. -М.: Пищевая промышленность, 1980.-212с.

51. Краузе И.Я. Культивирование дрожжей Rhodotorula на субстратах мелассы и её спиртовой барды.- АН Латв.ССР, 1967.-22с.

52.Физиологическая регуляция метаболизма дрожжей/под ред. М.В. Залашко.- Минск, 1991.- 34с.

53. Феофилова Е.Ф. Пигменты микроорганизмов.-М.: Наука,1994.-138с.
54. www. uralbiopharm.ru

 

 

 

 

 

 

 

 

ТYЙIН

 

Морфологиялық, физиологиялық, биохимиялық қасиеттерін зерттеу  бойынша ашытқы саңырауқұлақтар дақылдары  Rhodotorula және Candida рұлық қатынасы орнатылды. Ашытқы саңырауқұлақтардың әр түрлі қоректі ортада өсу динамикасы зерттелді.

 

 

РЕЗЮМЕ

На основании комплекса морфологических, физиологических и биохимических признаков штаммы дрожжей отнесены к родам Rhodotorula и Candida. Изучены динамика роста и накопление биомассы дрожжей на разных субстратах – отходах пищевых производств.

 

 

                                                    SUMMARY

 

On the basis of a complex of morphological, physiological and biochemical attributes сultures yeast are carried to sorts Rhodotorula and Candida. Dynamics of growth and accumulation of a biomass of yeast on different substrata are studied. Waste of food manufactures.